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Effets du milieu de culture et de la lumière sur l'embryogenèse somatique de l'olivier (Olea europaea L.) cv. Picholine marocaine

Published online by Cambridge University Press:  15 April 2003

Najiba Brhadda ,
Abdelhadi Abousalim  and
Loudyi Dou Elmacane Walali
Najiba Brhadda
Affiliation:
Université Ibn Tofail, Faculté des Sciences, Département de Biologie, Laboratoire de Physiologie végétale, Kenitra, Maroc
Abdelhadi Abousalim
Affiliation:
Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Département d'Horticulture, BP 6654, Instituts, Rabat, Maroc
Loudyi Dou Elmacane Walali
Affiliation:
Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Département d'Horticulture, BP 6654, Instituts, Rabat, Maroc
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Abstract

Introduction. Jusqu'à présent, aucun protocole n'a été développé pour l'embryogenèse somatique de l'olivier Picholine, cultivar exploité dans près de 98 % des plantations d'oliviers au Maroc. Nos travaux ont donc cherché à étudier les effets de la composition du milieu de culture et de la lumière sur l'induction et le développement d'embryons somatiques chez ce cultivar. Matériel et méthodes. Après désinfection des noyaux d'olives Picholine, des cotylédons ont été mis en culture après suppression des embryons zygotiques. Ils ont été disposés en boîtes de Pétri soit entiers, soit en distinguant les parties proximales et distales. Pour la phase d'induction de cals embryogènes, quatre milieux de base [Murashige et Skoog (MS), Bourgin et Nitsch (BN), Schenk et Hildebrandt (SH) et Canas et Benbadis (OMc)], additionnés de régulateurs de croissance (zéatine et ANA), ont été testés soit à l'obscurité, soit en photopériode de 16 h. Après 6 semaines de culture sur ces milieux d'induction, les cals ont été transférés en tubes, dans des milieux de culture frais mais sans ANA et soumis à une photopériode de 16 h. À l'issue de cette phase, les plantules présentant des racines bien développées et au moins deux feuilles ont été repiquées dans des pots contenant un substrat et acclimatées en serre. Résultats. Les meilleurs résultats d'induction et de développement des embryons somatiques ont été obtenus avec le milieu MS et aucune morphogenèse n'a été observée sur le milieu OMc. L'incubation à la lumière a significativement réduit l'induction des cals embryogènes et a inhibé la régénération des plantules. Les parties proximales des cotylédons ont donné de meilleurs résultats que les parties distales. Le taux de régénération de plantules a atteint 40 % des explants mis en culture et le pourcentage de survie obtenu après leur acclimatation a atteint 94 %. Conclusion. Le protocole décrit a démontré la capacité embryogène du cultivar Picholine marocaine. Il pourra être exploité pour la propagation de cet olivier au Maroc.

Keywords

MoroccoOlea europaeaplant propagationin vitro cultureculture mediasomatic embryogenesisin vitro regenerationMarocOlea europaeamultiplication des plantesculture in vitromilieu de cultureembryogenèse somatiquerégénération in vitro
Type
Research Article
Information
Fruits , Volume 58 , Issue 3 , May 2003 , pp. 167 - 174
Copyright
© CIRAD, EDP Sciences

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References

Revilla, M.A., Pacheco, J., Casares, A., Rodriguez, R., In vitro reinvigoration of mature olive trees (Olea europaea L.) through micrografting, In vitro Cell. Dev.-P. 32 (1996) 257-261. CrossRef
Cimato A., Propagation et certification des plants. L'élevage des plants d'olivier en pépinière, in: Actes du séminaire international sur les innovations scientifiques et leur application en oléiculture et oléotechnie, Cons. Oléic. Int. Florence, Florence, Italie, 1999, pp. 1-30.
Rugini, E., Somatic embryogenesis and plant regeneration in olive (Olea europaea L.), Plant Cell Tiss. Org. 14 (1988) 207-214. CrossRef
Rugini, E., Caricato, G., Somatic embryogenesis and recovery from mature tissues of olive cultivars (Olea europaea L.) `Canino' and `Maraiolo', Plant Cell Rep. 14 (1995) 257-260. CrossRef
Lambardi, M., Capuana, M., Sozzi, L., Giannini, R., Factors affecting in vitro adventitious bud induction from excised embryos of swiss stone pine (Pinus ombra L.), For. Genet. 2 (1995) 49-58.
Orinos, T., Mitrakos, K., Rhizogenesis and somatic embryogenesis in calli from wild olive (Olea europaea L.) var. sylvestris (Miller) mature zygotic embryos, Plant Cell Tiss. Org. 27 (1991) 183-187. CrossRef
Brhadda, N., Walali, L.D.M., Abousalim, A., Benali, D., Effet de la température et de l'endosperme sur la dormance et la germination des embryons d'olivier (Olea europaea L.) variété Picholine marocaine, Agronomie 20 (2000) 643-653. CrossRef
Brhadda N., Walali L.D.M., Abousalim A., Rhizogenèse et régénération in vitro de plantules d'olivier (Olea europaea L.) variété Picholine marocaine, Olivae (sous presse).
Mencuccini M., Luchetti M., Coltura di protoplasti isolati do differenti tissuti di cultivar di olivo (Olea europaea L.), Giornate Scientifishe, Ital. Hortic. Soc., Ravello (SA), Italia, 1992.
Leva, A.R., Muleo, R., Petrucelli, R., Long-term somatic embryogenesis from immature olive cotyledons, J. Hortic. Sci. 70 (3) (1995) 417-421. CrossRef
Mencuccini, M., Rugini, E., In vitro shoot regeneration from olive cultivar tissues, Plant Cell Tiss. Org. 32 (1993) 283-288. CrossRef
Antonelli, M., Regeneration from almond cotyledons: induction of proembryonal masses, Acta Hortic. 300 (1991) 255-259.
Murashige, T., Skoog, F., A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture, Physiol. Plantarum 15 (1962) 473-492. CrossRef
Bourgin, J.-P., Nitsch, C., Obtention de Nicotiana haploides à partir d'étamines cultivées in vitro, Ann. Physiol. Vég. 9 (1967) 377-383.
Schenk, R.V., Hildebrandt, A.C., Medium and techniques for induction and growth of monocotyledonous and dicotyledonous plant cell cultures, Can. J. Botany 50 (1972) 199-204. CrossRef
Canas, L.A., Benbadis, A., Plant regeneration from cotyledon fragments of the olive tree (Olea europaea L.), Plant Sci. 54 (1988) 65-74. CrossRef
Dagnelie P., Théorie et méthodes statistiques, application agronomique, Presses Agron., Gembloux, Belgique, 1980, vol. 2., 463 p.
Lambardi, M., Caccovale, A., Rugini, E., Caricato, G., Histological observation on somatic embryos of olive (Olea europaea L.), Acta Hortic. 474 (1999) 67-69. CrossRef
Rugini E., Olive (Olea europaea L.), in: Bajaj Y.P.S. (Ed.), Biotechnology in agriculture and forestry, vol. 5, Tress I, Springer-Verlag, Berlin, Germany, 1986, 253-267.
Mencuccini, M., Corona, C., Mariotti, D., Plant regeneration and first attempt of in vitro genetic improvement of olive (cv. Moraiolo), Acta Hortic. 300 (1992) 1-4.
Mitrakos, K., Alescaki, A., Papa Dimitriou, A., Dependence of olive morphogenesis on callus origin and age, J. Plant Physiol. 139 (1992) 269-273. CrossRef
Leva A.R., Petruccelli R., Benelli A., Plant regeneration and somatic embryogenesis in Olea europaea L, in: Alberghina L. (Ed.), Proc. 6th Eur. Congr. Biotechnol., Elsevier Sci. Publ., Amsterdam, the Netherlands, 1994, p. 364.
Lloyd, D.G., McCown, B.H., Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture, Plant Prop. Soc. Proc. 30 (1981) 421-427.
Grigoriadou, K., Vasilakakis, M., Eleftheriou, E.P., In vitro propagation of the Greek olive culivar Chondrolia Chalkidikis, Plant Cell Tiss. Org. 71 (1) (2002) 47-54. CrossRef
Miao, S.H., Effects on NH+4 on embryoid generation from pollens of maize, Acta Bot. Sin. 22 (4) (1980) 356-359.
Feng, G.H., Ouyang, J., The effects of KNO3 concentration in callus induction medium for wheat anther culture, Plant Cell Tiss. Org. 12 (1988) 3-12. CrossRef
Caboche, M., Nitrogen carbohydrate and zinc requirements for the efficient induction of shoot morphogenesis from protoplast-derived colonies of Nicotiana plumbagini folia, Plant Cell Tiss. Org. 8 (1987) 197-206. CrossRef
Paul, H., Belaizi, M., Sangwan, N.B.S., Somatic embryogenesis in apple, J. Plant. Physiol. 143 (1994) 78-86. CrossRef
Mozsár, J., Viczián, O., Genotype effect on somatic embryogenesis and plant regeneration of Vitis spp., Vitis 35 (4) (1996) 155-157.
Bhansali, R.R., Driver, J.A., Durzon, D.J., Rapid multiplication of adventitious somatic embryos in peach and nectarine by secondary embryogenesis, Plant Cell Rep. 9 (5) (1990) 280-284. CrossRef
Rancillac, M., Klinguer, A., Klinguer, S., Millet, B., Preliminary investigation on somatic embryogenesis from leaf discs of red oak (Quercus ruba L.), Plant Growth Regul. 20 (1) (1996) 67-73. CrossRef
Latkowska, M.J., Kvaalen, H.K., Appelgren, M., Genotype dependent blue and red light inhibition of the proliferation of the embryogenic tissue of Norway spruce, In vitro Cell. Dev.-P. 36 (1) (2000) 57-60. CrossRef
Rugini E., Somatic embryogenesis in olive (Olea europaea L.), in: Jain S., Gupta P., Newton R. (Eds.), Somatic embryogenesis in Woody plants, vol. 2, Kluwer Acad. Publ., Dordrecht, the Netherlands, 1995, pp. 71-189.
Sondahl, M.R., Sharp, W.R., High frequency induction of somatic embryos in cultured leaf explants of Coffea arabica L., Z. Pflanzenphysiol. 81 (1977) 395-408. CrossRef
Sondahl, M.R., Evons, D.A., Sharp, W.R., Coffee cell culture. Growth and somatic embryogenesis, Newsl. Int. Ass. Plant Tiss. Cult. 30 (1980) 2-7.
Staritsky, G., Embryoid formation in callus tissues of coffee, Acta Bot. Neerl. 19 (4) (1970) 509-514. CrossRef
Arnold, S.V., Sabala, I., Bozhkov, P., Dyachok, J., Filonova, L., Developmental pathways of somatic embryogenesis, Plant Cell Tiss. Org. 69 (3) (2002) 233-249. CrossRef
Cozza, R., Turco, D., Batis, C.B., Bitonti, M.B., Influence of growth medium on mineral composition and leaf histology in micropropagated plantlets of Olea europaea, Plant Cell Tiss. Org. 51 (3) (1997) 215-223. CrossRef